|
Получение и клиническое применение периферических гемопоэтических стволовых клеток из пуповинной крови
Главный гематолог Санкт-Петербурга, доктор медицинских наук, профессор Абдулкадыров К.М., Романенко Н.А., Старков Н.Н.
Получение и клиническое применение периферических гемопоэтических стволовых клеток из пуповинной крови // Вопросы онкологии.- 2000.
Из отделения гемобластозов, депрессии кроветворения
и трансплантации костного мозга (руководитель
засл. деятель
науки РФ, проф. К.М. Абдулкадыров) Российского НИИ
гематологии
и трансфузиологии (директор - проф. Е.А. Селиванов), Санкт-Петербург
Р
езюме: В обзоре представлен анализ данных литературы последних лет, посвященных вопросам сбора пуповинной крови (ПК), выделения ядросодержащих клеток и их криоконсервирования, а также тестирования на содержание клеток и выявления возможных инфекционных и генетических заболеваний. Приводятся результаты клинического применения гемопоэтических клеток ПК при различных заболеваниях системы крови. Проведен анализ собственных исследований по сбору ПК дренажным методом, позволившим получить в среднем 72 мл ± 28 мл ПК с содержанием лейкоцитов 1,1±0,6 х109. Сравнивались два способа седиментации эритроцитов ПК с использованием растворов желатина и гидроксиэтилкрахмала. Показана их сходная эффективность в выделении клеток (83,0±10,2% ядросодержащих клеток и 1,34±0,73х103 КОЕ-ГМ при использовании гидроксиэтилкрахмала и 82,3±9,8% ядросодержащих клеток и 2,86±3,45х103 КОЕ-ГМ при использовании желатина).
В настоящее время накоплен большой опыт лечения различных форм лейкозов, апластических анемий и ряда других тяжелых заболеваний системы крови с помощью трансплантации костного мозга (ТКМ). ТКМ позволяет во многих случаях добиться радикального излечения больных с такими заболеваниями. Однако осуществление пересадок костного мозга (КМ) связано со значительными трудностями в подборе подходящего донора [22].
В последние годы широкое развитие получила идея трансплантации периферических гемопоэтических стволовых клеток (ГСК), извлеченных, в том числе, из пуповинной крови (ПК) человека.
Многочисленные исследования показали, что ПК является богатым источником гемопоэтических стволовых клеток [13, 16, 21, 25, 44, 50, 51]. Установлено также, что лимфоидные клетки пуповинной крови менее иммунореактивны, поэтому частичная несовместимость по антигенам HLA-системы при трансплантации гемопоэтических клеток допустима, а частота тяжелой реакции трансплантат против хозяина (РТПХ) встречается реже, чем при ТКМ [14, 64, 67]. При этом приживаемость трансплантата ПК не ниже, чем КМ, даже при использовании меньшего числа вводимых гемопоэтических клеток из расчета на 1кг массы тела больного. Однако вопрос об оптимальном количестве трансплантируемых клеток пуповинной крови, необходимых для приживления в организме реципиента, до сих пор окончательно не решен.
Следует отметить, что использование ПК для пересадок имеет целый ряд преимуществ перед другими источниками кроветворных клеток:
- Отсутствует риск здоровью матери и ребенка (донора) и не требуется
общая анестезия при сборе ПК.
- Появляется возможность длительного хранения гемопоэтических клеток
в замороженном состоянии как аллогенного трансплантата.
- Выявлена бoльшая возможность использования не полностью совместимых
по HLA системе (от 1 до 3 антигенов) трансплантатов.
- Увеличивается вероятность нахождения редких HLA- типов трансплантатов,
что имеет большую значимость для некоторых этнических меньшинств.
- Значительно снижается риск передачи некоторых латентных инфекций,
передаваемых трансмиссивным путем.
- Требуются меньшие затраты времени для поиска необходимого HLA- типа
трансплантата.
- Появляется недорогая форма биологического страхования жизни в связи
с возможностью использовать клетки пуповинной крови в качестве аутологичного
трансплантата [38, 60, 64].
Принципиальные различия между КМ и ПК заключаются, прежде всего, в количестве получаемых при одном сборе гемопоэтических клеток, используемых в дальнейшем для трансплантации: если для КМ потери клеточной массы в процессе сепарации, криоконсервирования, размораживания и тестирования допустимы в пределах 40-50%, то для ПК такие потери клеток не допустимы, так как при пересадке может возникать несостоятельность трансплантата. Так, по данным Kogler и др. (1998 г.) для трансплантаций при массе тела реципиента 10 кг (из общей численности 2.098 собранных образцов ПК) потенциальными трансплантатами могут быть все образцы ПК, при массе 35 кг - 67%, и лишь 25% образцов смогут обеспечить больных с массой 50-70 кг [40]. Все это обусловливает необходимость развития эффективных методов получения и хранения клеток ПК. Поэтому в настоящее время в литературе широко обсуждаются вопросы по стандартизации методов сбора, тестирования, сепарации и криоконсервирования пуповинной крови для создания банков крови, ее применение в клинике, а также условия и сроки хранения ГСК из ПК. Ниже будут рассмотрены некоторые аспекты получения и хранения клеток ПК.
Способы сбора пуповинной крови
Учитывая малые объемы крови, которые можно собрать из плаценты (в среднем, не более 100 мл), на передний план выступает необходимость получения максимального количества крови из вены, а также снижения риска бактериальной контаминации образцов ПК.
Сбор ПК осуществляется после рождения ребенка и отделения его от последа, когда плацента еще находится in utero или после ее рождения - ex utero, а также при кесаревом сечении (ex utero). Bertolini F. и др. [17] установили, что, если с момента рождения до отделения новорожденного от плаценты проходит не более 30 сек, то собираемый объем крови, в среднем, на 25-40 мл больше, чем при более позднем отделении ребенка. Ими также отмечено, что раннее отделение ребенка от последа не влечет за собой каких-либо отрицательных последствий для новорожденного. Эту точку зрения подтвердили и Lazzari L. и др. [42].
Для получения ПК предложены открытые и закрытые системы сбора.
Для снижения риска ятрогенного инфицирования и загрязнения материнскими выделениями Rubinstein P. и др. [58] предложили использовать закрытую систему сбора, основанную на широко применяемой трансфузионной системе Baxter Healthcare Corp., Deerfield, IL, USA, с 62,5 мл CPD A (citrate-phosphate-dextrose, with adenine) в качестве антикоагулянта. До начала сбора ПК они удаляли из контейнера 40 мл антикоагулянта, оставляя в нем 22,5 мл. При этом жизнеспособность клеток ПК не снижалась при хранении крови в течение 36 часов, даже если объем ее составлял 10 мл. После рождения последа, плаценту укладывали фетальной поверхностью книзу на специальную рамку (Rubinstein P. и др.), канатик пуповины обрабатывали раствором йода и 75% раствором этилового спирта. Вену пуповины дренировали при помощи иглы от трансфузионной системы (G16). Кровь оттекала в контейнер самопроизвольно. Объем крови, собираемой таким способом, в среднем, составлял 64 мл ±27 мл. Собирать ПК можно и в тот момент, когда плацента еще находится in utero. По данным Boyse E.A. и др. [18], количество крови, собираемой таким способом, в среднем, составляло 55 мл ±25 мл. Kogler G. и др. [39] собирая ПК закрытым способом (574 образца ПК), получили бoльшие объемы крови, в среднем, - 79мл ±26 мл. Ими отмечено, что около 7% образцов ПК содержало менее 40 мл крови, поэтому такие экземпляры ПК не включались в число потенциальных трансплантатов. Abdel-Mageed C.E. и др. [15] путем катетеризации пуповинной вены удалось получить, в среднем, 94 мл крови (56-143 мл). Isoyama К. и др. [37], собирая ПК путем активной эксфузии при помощи шприцов, заготавливали, в среднем, 69,1 мл крови (объем ПК варьировал от 15 мл до 135 мл).
Nagler A. и др. [46] сравнили три метода сбора ПК:
- при помощи эксфузии крови непосредственно в контейнер (закрытый способ);
- путем активной эксфузии крови шприцами с дальнейшим промыванием вен плаценты и одновременным дренированием крови в контейнер (открытый способ);
- посредством активного извлечения крови шприцами и промывания через артерию пуповины с одновременной эксфузией в контейнер (полуоткрытый способ).
В первом случае они получили ПК в объеме 76,4 ±32,1 мл, с содержанием лейкоцитов - 10,5 ±3,6х106/ мл; во втором - 174,4 ±42,8 мл и 8,8 ±3,4х106 лейкоцитов в мл; в третьем -173,7 ±41,3 мл и 9,3 ±3,8х106 лейкоцитов в мл крови. При использовании второго метода сбора было отмечено более частое инфицирование образцов ПК, чем при первом или третьем. Кроме этого, авторами установлена зависимость между массой плаценты и объемом извлекаемой крови, т.е. при бoльшей массе плаценты количество собираемой ПК, как правило, возрастает.
Нами проведено изучение дренажного способа сбора ПК у 66 рожениц. Сбор ПК осуществляли с использованием контейнера "Компопласт" -300 отечественного производства, в который в стерильных условиях переводили 40 мл раствора "глюгицир". Непосредственно перед сбором крови соединяли контейнер с устройством для взятия крови "ВК 10-01". Сбор ПК осуществляли после рождения ребенка и отделения его от последа, когда плацента еще находилась in utero или после отхождения плаценты (ex utero). Перед пункцией пуповинной вены канатик пуповины обрабатывали однократно 5% настойкой йода, а затем дважды - 70% раствором этилового спирта. Кровь оттекала по соединительным трубкам в контейнер самопроизвольно. Продолжительность процедуры сбора занимала не более 10 мин. В 66 собранных образцах объем ПК, в среднем, составил 72 мл ± 28 мл (разброс от 18 мл до 143 мл), среднее количество лейкоцитов в полном образце составляло 1,1±0,6 х109. Каждый образец обследовали на стерильность, ВИЧ -1, вирусы гепатитов В и С, сифилис и цитомегаловирусную инфекции. Лишь в одном образце были выявлены антитела IgG к вирусу гепатита С.
Краткосрочное хранение пуповинной крови
Доставка образцов пуповинной крови для ее обработки и длительного хранения нередко осуществляется из регионов, удаленных от гематологических центров. В этой связи возникает важный вопрос о возможных сроках хранения ПК до момента ее криоконсервирования, особенно при создании больших хранилищ, таких, как банки пуповинной крови [31, 36, 39, 66]. Юрасов С.В. и др. [8] показали, что при хранении ПК при комнатной температуре (22оС) или при 4°С в течение 24-48 часов жизнеспособность клеток ПК принципиально не снижалась и составляла, соответственно, 92% и 88%. Однако при хранении образцов крови в течение 3-х суток отмечалось значительное снижение жизнеспособности ядросодержащих клеток (ЯСК). Abdel-Mageed A. и др. [10] и Hubl W. и др. [35] в своих исследованиях показали, что при хранении в течение 2-3 суток при комнатной температуре или 4°С прежде всего страдает жизнеспособность гранулоцитов, а не гемопоэтических клеток. Machalinski B. и др. [43] изучили влияние различных антикоагулянтов, которые связывают ионы кальция (ACD, EDTA, XAPD-1), на гемопоэтические предшественники при хранении ПК от 24 до 72 часов и выявили их отрицательное влияние на ЯСК. Machalinski B. и др. [43] рекомендовали использовать PBS (раствор фосфатного буфера) с добавлением нативного гепарина без консерванта в дозе 20 UED/мл. Такой антикоагулянт, по их мнению, позволял увеличить длительность хранения нефракционированной ПК до 72 часов, с удовлетворительной сохранностью КОЕ (от 78% до 92%). Shlebak A.A. и др. [59], изучая сохранность КОЕ-ГМ и КОЕ-Г показали, что время хранения пуповинной крови не должно превышать 9 часов.
Получение ядросодержащих клеток из пуповинной крови
С целью уменьшения общего объема крови для дальнейшего замораживания клеток и удаления эритроцитов ПК из-за опасности развития реакции несовместимости по эритроцитарным антигенам (АВ0, Rh и др.) при трансплантации, используют различные способы выделения ядросодержащих клеток.
Наибольшее распространение получил метод выделения ЯСК в градиенте плотности на основе фиколла (Ficoll-Hypaque) с плотностью d =1,077 г/мл или Percoll с плотностью d=1,080 г/мл [24, 58]. Сепарация в градиенте плотности позволяет получить преимущественно мононуклеарные клетки, но приводит к значительным потерям гемопоэтических предшественников (до 30-50%) [19].
В экспериментальных условиях для выделения ЯСК используют также метилцеллюлозу как седиментирующее средство и хлорид аммония как средство, лизирующее эритроциты. Но метилцеллюлоза не применяется в клинических условиях, так как приводит к большим потерям гемопоэтических клеток, достигающим 50-90% [24]. Лизис эритроцитов также не используют в связи с большими объемами рабочего раствора, хотя результаты выделения ЯСК, клеток CD34+, КОЕ-ГМ, КОЕ-ГЭММ таким способом значительно выше [24].
В последние годы все шире стали использовать в качестве седиментирующих средств желатин и гидроксиэтилкрахмал (ГЭК). Так, при использовании 3% раствора желатина, выделение ядросодержащих клеток может достигать 88-94% [49]. В клинической практике этот метод выделения лейкоцитов из ПК стал широко применяться с 1994 года [48, 49]. При создании банка ПК в Милане Lazzari L. и др. [42], используя 3% раствор желатина, пришли к заключению об его большей эффективности перед другими седиментирующими средствами. Такой же точки зрения придерживались Denning-Kendall P. и др. [24]. Они сравнили эффективность всех ранее перечисленных способов выделения ядросодержащих клеток на каждом из образцов пуповинной крови и установили, что оптимальным по выходу ядросодержащих элементов, клеток CD 34+/CD45+, КОЕ-ГМ, КОЕ-ГЭММ является 3% желатин. Менее эффективными оказались градиент плотности (фиколл), ГЭК и метилцеллюлоза, при использовании которой потери гемопоэтических клеток составляли около 60% [24].
Важно подчеркнуть, что ни при каком другом седиментирующем средстве нет такого разброса данных, как при использовании ГЭК для выделения кроветворных клеток. Одни авторы [3, 12, 19, 24, 65] показывали малую эффективность ГЭК, другие же предпочитали седиментацию 6% ГЭК [33, 34, 40, 52, 53, 55, 59], указывая на высокую эффективность выделения гемопоэтических клеток. Herold S. и др. [33, 34] используя 6% ГЭК, смогли выделить, в среднем, 84% (от 49% до 100%) гемопоэтических клеток-предшественников. Несколько лучшие результаты получили Querol S. и др. [52] и Regidor C. и др. [53] - около 90%.
Недавно Hasan S. и др. [32] сообщили о применении нового средства для выделения мононуклеарных клеток в градиенте плотности buyant density solution BDS72. Это средство имеет физиологические параметры: pH-7,4, осмолярность - 280 mOsm/kg и плотность - d=1,0720 г/мл. По мнению авторов [32], при его использовании можно выделить до 100% клеток CD 34+ и удалить эритроциты на 98%. Однако, BDS72 еще не применяют в клинических условиях.
Ademokun J.A. и др. [11] считают, что практически все методы фракционирования ведут к большим потерям ядросодержащих клеток. Поэтому они предложили производить сепарацию путем центрифугирования, разделяя ПК на три фракции: эритроцитарную, лейкоцитарное кольцо и плазму. Выделяя клетки таким способом, они установили, что содержание ядросодержащих клеток, гемопоэтических предшественников и клеток с иммунофенотипом CD 34+ в конечном итоге составляло, соответственно - 90%, 88% и 100% от исходного количества. Близкие результаты получили Armitage S. и др. [15]: 92% - ЯСК, 98% - мононуклеарных клеток, 96% - СD34+, 106% - КОЕ.
Нами осуществлены исследования по выделению ЯСК из ПК с помощью 10% гидроксиэтилкрахмала (HAES -steril&r; 10%, Fresenius AG* Bad Homburg) и 3% раствора желатина. При сопоставлении этих двух способов седиментации были получены результаты, которые приведены в таблице.
Как показано, эффективность осаждения эритроцитов и выделения ядросодержащих клеток в обоих случаях сходна. Однако при использовании желатина в качестве седиментирующего вещества было получено несколько бoльшее количество КОЕ-ГМ, чем при использовании ГЭК. Такая разница в выделении КОЕ-ГМ, по-видимому, обусловлена либо неодинаковой скоростью "падения" отдельных фракций ядросодержащих клеток, либо способностью молекул гидроксиэтилкрахмала абсорбироваться на поверхности рецепторов гемопоэтических клеток и тем самым блокировать их чувствительность к колониестимулирующим факторам, которые используют при культивировании КОЕ-ГМ in vitro. Тем не менее, оба эти седиментирующие средства могут использоваться для выделения ЯСК при создании больших банков пуповинной крови.
Таблица
Сравнительная характеристика двух методов седиментации ПК
| Название седиментирующего средства |
Количество эксперимен-тов № |
% осаждения эритроцитов |
% выделе-ния лейко-цитов |
Количество выделенных КОЕ-ГМ/мл |
| Гидроксиэтилкрахмал |
20 |
98,7 ± 1,2 |
83,0 ± 10,2 |
1,34 ±0,74х103 |
| Желатин |
21 |
97,2 ± 2,6 |
82,3 ± 9,8 |
2,86 ±3,45х103 |
| P(достоверность) |
|
>0,1 |
>0,1 |
>0,05 |
Долгосрочное хранение пуповинной крови
Наиболее опасными для жизнеспособности клеток при их заготовке являются этапы замораживания и размораживания. При замораживании гемопоэтических клеток значительная их часть может разрушаться. В основном это имеет место во время перехода межклеточной среды из жидкой в твердую фазу (в момент кристаллизации). Для уменьшения процента гибели клеток используют специальные вещества - криопротектеры. Предполагаемые механизмы действия ограждающих растворов и их криозащитной эффективности достаточно подробно освещены в отечественной литературе [1, 2, 4, 5, 6, 7]. В последние годы установлено, что перспективным направлением разработки оптимальных методов криоконсервирования костного мозга и клеток пуповинной крови является сочетание в одном растворе нескольких ограждающих веществ различного механизма действия в низких концентрациях (например, интрацеллюлярного раствора диметилсульфоксида (ДМСО) и экстрацеллюлярного раствора гидроксиэтилкрахмала, альбумина) [7].
Не менее важной для сохранения в функционально-активном состоянии клеток является скорость охлаждения клеточной взвеси, особенно в период фазы кристаллизации. Такой подход к решению проблемы замораживания дает большие возможности для создания простых и высокоэффективных методов криоконсервирования без отмывания клеточной взвеси от ограждающих веществ перед трансплантацией [5, 26].
Для консервирования клеток ПК Boyse E.A. и др., Broxmeyer H.E. и др. [18, 19] стали использовать 20% раствор ДМСО, который в соотношении 1:1 медленно приливали к клеточной взвеси (конечная концентрация ДМСО составляла 10%) при постоянном механическом помешивании на ледяной бане. Клеточную взвесь охлаждали на программном замораживателе со скоростью 1°С/мин до -40°С, после чего скорость охлаждения увеличивали до 10°С/мин. После достижения -100°С контейнер с клеточной взвесью переносили в жидкий азот (t=-196°С). Сохранность мононуклеарных клеток после размораживания достигала 85% [18, 19, 28, 58] от первоначального их количества. Stiff P.J. и др. [61] предложили снизить концентрацию ДМСО и добавить ГЭК (в конечной концентрации ДМСО - 5% и ГЭК - 6%). В своих исследованиях нa примере с миеловзвесью они показали высокую эффективность такого сочетания с не меньшей сохранностью клеток, чем при использовании одного 10% ДМСО. Сохранность ядросодержащих клеток составляла 96,7%, а КОЕ-ГМ - 81,8%. Несколько позже Donaldson C. и др. [26] изучали влияние различных концентраций ДМСО в сочетании с 4% ГЭК (в конечной концентрации). Используя концентрации ДМСО от 5% до 10% и 4% ГЭК авторы показали, что сохранность клеток CD34+ практически не изменялась. Однако при снижении DMSO с 5% до 2,5%, по их данным, отмечалась фатальная гибель клеток ПК с 85,4% до 12,2%. Richter E. и др. пришли к заключению, что 5% и 10% концентрации DMSO с аутологичной сывороткой одинаково эффективны для криоконсервирования ПК [54]. Таким образом, высокую сохранность может обеспечить сочетание 5-10% ДМСО (в конечной концентрации) и 4% ГЭК при контролируемой скорости охлаждения 1°С/мин.
Herold S. и др. [33] использовали криозащитный раствор, состоящий из трех ингредиентов - ДМСО, очищенного человеческого альбумина и среды RPMI (в пропорции: 1:4:5), который прибавляли к клеточной взвеси в эквивалентном соотношении 1:1 (в конечной концентрации ДМСО - 5%). После размораживания на водяной бане при температуре +41°С они получили сохранность КОЕ-ГМ более 94%. Некоторые авторы [57, 58] предлагают использовать нефракционированную ПК для криоконсервирования, мотивируя это тем, что при удалении эритроцитов теряются значительные количества гемопоэтических клеток. Для ограждения ядросодержащих клеток от повреждающего действия кристаллизации они используют 10% ДМСО при постоянной скорости охлаждения 1°С/мин до -80°С, после чего клеточную взвесь ПК опускают в жидкий азот. При данной методике замораживания происходит частичный лизис эритроцитов [57] и такие образцы крови не требуют фракционирования. После размораживания клеточную взвесь отмывают от свободного гемоглобина и ДМСО в растворе человеческого альбумина или сыворотке крови и используют в клинике. Сохранность гемопоэтических предшественников после размораживания такой крови выше, чем после фракционирования ПК [20]. Однако, в связи с этим возникают серьезные проблемы трансфузии АВ0-несовместимых эритроцитов и хранение больших объемов крови [41]. Поэтому, большинство научных лабораторий замораживают предварительно выделенные гемопоэтические клетки ПК.
Mugishima H. и др. [45]
Тестирование образцов пуповинной крови
Для безопасной трансплантации клеток ПК все образцы крови должны быть обследованы [23, 68].
До начала сбора крови у беременной женщины необходимо получить согласие на возможность его осуществления [23]. Рекомендуется, чтобы каждая беременная была обследована на носительство HBs Ag, наличие антител к вирусам гепатита С, ВИЧ- инфекции и сифилиса [39, 62].
После сбора кровь отправляют в банк крови, где из общего количества ПК берется до 10 мл на анализы, а основную часть сепарируют, выделяя клеточную массу, и замораживают. Каждый образец ПК стандартно тестируется на количество ядросодержащих клеток, CD34+, КОЕ-ГМ. Проводятся также HLA- типирование, определение группы крови по AB0 и резус фактору. Кроме того, осуществляют бактериологический посев на стерильность, производят серологическое исследование на ВИЧ 1 и 2 инфекции, HbsAg, вирусный гепатит С, ЦМВ, HTLV-I и -II (Т -клеточный лейкоз человека), сифилис и токсоплазмоз [63]. Помимо этого, ставят реакцию ПЦР (цепная полимеразная реакция) на ЦМВ и ВИЧ-инфекцию [47, 58].
Cullough J. и др. [23] рекомендуют исследовать ПК на выявление ряда генетических заболеваний: ?-талассемии, серповидноклеточной анемии, дефицита аденозиндезаминазы, агаммаглобулинемии Брутона, болезней Харлера и Гюнтера.
Трансплантации гемопоэтических клеток
ПК Первая в мире трансплантация ПК была выполнена более 10 лет назад ребенку с анемией Фанкони [28]. С тех пор произведено уже более 750 таких пересадок больным с самыми различными заболеваниями опухолевой (лейкозы, лимфомы, солидные опухоли) и неопухолевой (врожденные иммунодефициты, анемии, болезни, связанные с нарушением обмена веществ) природы [29].
Следует отметить, что до настоящего времени нет единого мнения о количестве (дозе) гемопоэтических клеток, из расчета на 1 кг массы тела, необходимых для успешной трансплантации. Так, по данным Gluckman E. и др. [29] успешные трансплантации с использованием клеток ПК были выполнены реципиентам, которым вводилось не менее 3,7 х107 ЯСК из расчета на 1 кг массы тела. Отмечалось также, что при применении доз менее 1 х107 ЯСК на 1 кг массы тела значительно возрастал риск несостоятельности трансплантата и рецидива заболевания [30].
Клинический анализ эффективности пересадок кроветворных клеток ПК показал, что родственные трансплантации дают лучшие терапевтические результаты (годичная безрецидивная выживаемость составляла около 63%), чем неродственные (до 29%) [29]. Среди факторов, ассоциированных с бoльшей выживаемостью при родственных и неродственных пересадках клеток ПК, называются небольшой возраст реципиентов (1-5 лет), ранняя диагностика заболевания, острый лейкоз с низким риском у детей. Бoльшая выживаемость больных отмечалась также при использовании достаточных количеств ЯСК, инфузируемых на 1 кг массы тела, совместимости по антигенам HLA - системы и серонегативном анализе на ЦМВ у реципиентов [30]. Rubinstein P. и др. [56] проанализировали 562 трансплантации с использованием клеток ПК, выполненных с августа 1992 г. по январь 1998 г. и отметили, что после инфузии гемопоэтических клеток ПК восстановление нейтрофилов у 81% больных было получено на 42-й день с момента трансплантации, а восстановление тромбоцитов - на 180-й день у 85% пациентов. Тяжелое течение острой РТПХ (III-IV ст.) встречалось у 23% реципиентов, а хронической РТПХ - у 25% реципиентов. Рецидивы острого лейкоза к концу первого года после пересадки клеток ПК отмечались у 26%.
Заключение
Обобщая представленные в обзоре данные, необходимо констатировать, что пуповинная кровь может стать достойным альтернативным источником гемопоэтических клеток для трансплантации при многих тяжелых заболеваниях крови. Однако для успешного решения проблемы трансплантации с использованием клеток ПК необходимо разработать эффективные методы сбора, сепарации, криоконсервирования клеток ПК [40]. Учитывая возможность длительного хранения образцов пуповинной крови в жидком азоте, появляются условия для создания банков ПК, для которых потребуются относительно недорогие и эффективные способы тестирования и выделения ЯСК. В связи с этим 3% раствор желатина [24, 42, 48, 49] или 6% раствор гидроксиэтилкрахмала [33, 34, 52, 53] могут считаться наиболее подходящими для сепарации гемопоэтических клеток при создании банков ПК.
При прогнозировании исходов пересадок гемопоэтических клеток ПК следует учитывать дозы ЯСК и их гемопоэтический потенциал, наличие у реципиента положительной серологической реакции на ЦМВ, сроки диагностики и степень риска лейкоза, HLA- совместимость донора и реципиента, а также массу и возраст больного [29, 30, 56]. Лишь в этом случае ПК может занять достойное место в трансплантологии наряду с КМ.
Список литературы
- Лаврик С.С. Консервирование костного мозга.- Киев.- 1975.- 127 С.
- Михайлов В.Г. Консервация костного мозга.- М., 1979.- 144 С.
- Моисеев С.И., Козер П., Принот О. и др. Опыт применения различных
методов сепарации и криоконсервирования костного мозга в центрах трансплантации
костного мозга регионального госпиталя г. Больцано (Италия) и института
гематологии и переливания крови Санкт-Петербурга// Тер. арх.- 1994.-
Т.66, №7.- С.21-25.
- Пушкарь Н.С., Белоус А.М., Цуцаева А.А. и др. Низкотемпературное
консервирование костного мозга.- Киев, 1977.- С.243.
- Федотенков А.Г., Шишкина И.Д. Данилова Л.Д. и др. Ограждающие растворы
для криоконсервирования костного мозга// Гематол. и трансфузиол.- 1992.
- №7-8.- С.12-15.
- Цуцаев А.А. Криоконсервирование клеточных суспензий.- Киев.- 1988.-
240 с.
- Чуйков В.А. Механизм криозащитной эффективности и фармакологические
свойства диметилсульфоксида//Криобиология.- 1989.- №1.- С. 3-10.
- Юрасов С.В., Владимирская Е.Б., Румянцев А.Г. и др. Выделение гемопоэтических
стволовых клеток из пуповинной крови человека для трансплантации// Гематол.
и трансфузиол.- 1997.- Т.42.- №2.- С.10-15.
- Abdel-Mageed A., Hutcheson C.E., Braylan R.C et al. Feasibility of
umbilical cord blood unit collection and processing for volume reduction
and thawing: Effect on cell loss, viability and clonogenic potential//
Blood.- 1997.- Vol.90, N10.- P.321b (4195).
- Abdel-Mageed A., Rosalio M.L.U., Hutcheson C.E. Effect of temperature
variation on cell number, viability and clonogenic potential// Blood.-
1997.- Vol.90, N.10.- P.321b (4194)
- Ademokun I.A., Champan C., Dunn J et al. Umbilical cord blood collection
and separation for haemapoietic progenitor cell banking// Bone Marrow
Transplant.- 1997.- Vol.19, N.10.- P.1023-1028.
- Agarwal R., Meagher R., Hurtubise P et al. Umbilical cord blood separation:
CD34+ selection following the use of hetastarch and soy bean agglutination//
Blood.- 1993.- Vol.82, Suppl. 1.- P.14a.
- Almici C., Carbo-Stella C., Mangoni L. et al. Biologic and phenotypic
analisis of early hematopoietic progenitor cells in umbilical cord blood//
Blood.- 1997.- Vol.90, N.10.- P.339b (4274).
- Arcese W., Aversa F., Bandini G. et al. Clinical use of allogeneic
hematopoietic stem cells from sources other than bone marrow// Haematologica.-
1998.- Vol. 83.- N. 2.- P. 159-182.
- Armitage S., Fehily D., Dickenson A. et al. Cord blood banking: volume
reduction of cord blood units using a semi-automated closed system//
Bone Marrow Transplant.- 1999.- Vol. 23.- N. 5.- P. 505-509.
- Berardi A.C., Meffre E., Pflumio F. et al. Individual CD34+ CD38
low CD19 CD10- progenitor cells from human cord blood generate B lymphocytes
and granulocytes// Blood.- 1997.- Vol.89, N.10.- P.3554-3564.
- Bertolini F., Battaglia M. et al. Placental blood collection: Effects
on Newborns// Blood.- 1995.- Vol.85.- P.3361-3362.
- Boyse E.A., Broxmeyer H.E., Douglas G.W. Preservation of fetal and
neonatal hematopoietic stem and progenitor cells of the blood// U.S.
Patent 5.004.681.- 1991.- April 2.
- Broxmeyer H.E., Gordon G.W., Hangoc G. et al. Human umbilical cord
blood as a potential source of transplantable hematopoietic stem/ progenitor
cells// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1989.- Vol.86.- P.3828 -3832.
- Broxmeyer H.E., Hangoc G., Cooper S., Ribeiro R.C. Growth characteristics
and expansion of human umbilical cord blood and estimation of its potential
for transplantation in adults// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1992.-
Vol.89.- P.4109-4113.
- Cashman J., Bockhold K., Hogge D.E. et al. Sustained proliferation,
multi-lineage differentiation and maintenance of primitive human haemopoietic
cells in NOD/SCID mice transplanted with human cord blood// Br. J. Haematol.-
1997.- Vol.98, N.4.- P. 1026-1036.
- Conrad P.D., Emerson S.G. Ex vivo expansion of hematopoietic cells
from umbilical cord blood for clinical transplantation// J. Leukoc.
Biol.- 1998.- Vol. 64.- N. 2. P. 147-155.
- Cullough J., Clay M.E., Fautsch S., Norreen H. et al. Proposed policies
and procedures for the establishment of a cord blood bank// Blood cells.
- 1994. - Vol.20, N2. - P.609 - 626.
- Denning-Kendall P, Donaldson C, Nicol A et al. Optimal processing
of human umbilical cord blood for clinical banking// Exp. Hematol.-
1996.- Vol.24, N.12.- P.1394-1401.
- DiGiusto D.L., Lee R., Moon J et al. Hematopoietic potential of cryopreserved
and ex vivo manipulated umbilical cord blood progenitor cells evaluated
in vitro and in vivo // Blood.- 1996.- Vol.87, N.4.- P.1261-1271.
- Donaldson C., Armitage W.J., Denning-Kendall P.A. Optimal Cryopreservation
of human umbilical cord blood// Bone Marrow Transplant.- 1996.- Vol.18,
N.4.- P.725-731.
- Gluckman E. European Organization for cord blood banking// Blood
Cells.-1994.-Vol.20, N2.-P.601-608.
- Gluckman E., Broxmeyer H.E., Auerbach A.D. et al. Hematopoietic reconstitution
in a patient with Fanconi anemia by means of umbilical-cord blood from
an HLA-identical sibling// N. Engl. J. Med.- 1992.- Vol.321.- P.1174-1178.
- Gluckman E., Rocha V., Chastang C. Cord blood banking and transplant
in Europ. Eurocord// Bone Marrow Transplant.- 1998.- Vol. 22.- Suppl.
1.- P. S68-74.
- Gluckman E., Rocha V., Chastang C. Cord blood banking and transplant
in Europ. Eurocord// Vox Sang.- 1998.- Vol. 74.- Suppl. 2.- P. 95-101.
- Harris D.T. Experience in autologous and allogeneic cord blood banking//
J. Hematother.- 1996.- Vol.5, N2.- P.123 -128.
- Hasan S. and Van Vlasselaer P. Development of a device for the collection,
shipment and processing of cord blood// Blood.- 1997.- Vol.90, N.10.-
P.341b.
- Herold S., Koehler A., Mueller A. et al. The placental blood program
of jena cord blood bank// Blood.- 1997.- Vol.90, N10.- P.326b.
- Herold S., Koehler A., Mueller A. et al. The Jena umbilical cord
blood banking program// Bone Marrow Transplant.- 1998.- Vol.21.-P.s23.
- Hubl W., Iturraspe J., Hutcheson C.E. et al. Effect of storage on
stem cell concentration and viability in cord blood// Blood.- 1997.-
Vol.90, N10.- P.326b.
- Ikuta K. Cord blood stem cell transplantation and cord blood bank//
Nippon Rinsho.- 1998.- Vol.56, N2.- P.521-530.
- Isoyama K., Yamada K., Hirota Y. et al. Study of the collection and
separation of umbilical cord blood for use in hematopoietic progenitor
cell transplantation// Int. J. Hematol.- 1996.- Vol.63, N2.- P.95-102.
- Kernan N.A., Bartsch G., Ash R.C. et al. Analysis of 462 transplantations
from unrelated donors facilitated by the national marrow donor program//
N. Engl. J. Med.- 1993.- Vol.328, P. 593-602.
- Kogler G., Callejas J., Hakenberg P. et al. Hematopoietic transplant
potential of unrelated cord blood: critical issues// J. Hematother.-
1996.- Vol.5, N.2.- P.105-116.
- Kogler G., Sarnowski A., Wernet P. Volume reduction of cord blood
by Hetastarch for long-term cell banking// Bone Marrow Transplant.-
1998.- Vol. 22.- Suppl. 1.- P. S.14-15.
- Kurtzberg J., Graham M., Casey J. et al. The us of umbilical cord
blood in mismatched related and unrelated hemopoietic stem cell transplantation//
Blood Cells.- 1994.- Vol.20, N2.-P.275-284.
- Lazzari l., Corsini C., Curioni C. et al. The Milan Cord Blood Bank
and the Italian Cord Blood Network// J. Hematother.- 1996.- Vol.5, N2.-
P.117-122.
- Machalinski B., Pluciennik E., Samuel A.A. et al. A convenient and
economical method for long distance shipment of non-frozen human mononuclear
cord blood cells// Blood.- 1997.- Vol.90, N10.- P.330b
- Mayani H., Lansdorp P.M. Thy-1 expression is linked to functional
properties of primitive hematopoietic progenitor cells from human umbilical
cord blood// Blood.- 1994.- Vol.83.- P.2410- 2417.
- Mugishima H., Harada K., Chin M. et al. Effects of long-term cryopreservation
on hematopoietic progenitor cells in umbilical cord blood// Bone Marrow
Transplant.- 1999.- Vol. 23.- N. 4.- P. 395-396.
- Nagler A, Stockheim D., Elchalal U. Harvesting of human umbilical
cord blood (HUCB) by various methods// Bone Marrow Transplant.- 1998.-
Vol.21.- P.S24.
- Naiton H., Mimaya J., Horikoshi Y. et al. Qualitative and quantitative
detection of cytomegalovirus DNA in sera by PCR as a clinical marker//
Biol. Pharm. Bull.- 1998.- Vol. 21.- N. 12.- P. 1371-1375.
- Pahawa R., Fleischer A., Shih S. et al. Erythrocyte-depleted allogeneic
human umbilical cord blood transplantation// Blood Cells.- 1994.- Vol.20.-
P. 267-274.
- Pahawa R., Fleischer A., Than S. et al. Successful hematopoietic
reconstitution with transplantation of erythrocyte-depleted allogeneic
human umbilical cord blood cells in a child with leukemia// Proc Nat
Acad Sci. USA.- 1994.- Vol.91.- P.4485-4488.
- Pettengell R., Luft T., Henschler R. et al. Direct comparison by
limiting dilution analysis of long-term culture- initiating cells in
human bone marrow, umbilical cord blood, and blood stem cells// Blood.-
1994.- Vol.84.- P.3652- 3659.
- Piacibello W., Sanavio F., Garetto L. et al. Extensive amplification
and self-renewal of human primitive hematopoietic stem cells from cord
blood// Blood.- 1997.- Vol.89, N8.- P.2644- 2653.
- Querol S., Gabarro M., Amat L. et al. The placental blood program
of the Barcelona Cord Blood Bank// Bone Marrow Transplant.- 1998.- Vol.
22.- Suppl. 1.- P. 3-5.
- Regidor C., Posada M., Monteagudo D. et al. Umbilical cord blood
banking for unrelated transplantation and storage methods// Exp. Hematol.-
1999.- Vol. 27.- N. 2.- P. 380-385.
- Richter E., Eichler H., Raske D. et al. 5% Me2SO is sufficient to
preserve stem cells derived from cord blood// Bone Marrow Transplant.-
1998.- Vol. 22.- Suppl. 1.- P. S16.
- Rubinstein P, Dobrila L, Rosenfield RE et al. Processing and cryopreservation
of placental/umbilical cord blood for unrelated bone marrow reconstitution//
Proc. Natl. Acad. Sci. USA.- 1995.- Vol.92.- P.10119.
- Rubinstein P., Carrier C., Scaradavou A. et al. Outcome among 562
recipients of placental - blood transplants from unrelated donors//
N. Engl. J. Med.- 1998.- Vol. 339.- N. 22.- P. 1565-1577.
- Rubinstein P., Rosenfield R.E., Adamson J.W. et al. Stored Placental
Blood for Unrelated Bone Marrow Reconstitution// Blood.- 1993.- Vol.81,
N 7.- P.1679-1690.
- Rubinstein P., Taylor P.E., Scaradavou A. et al. Unrelated placental
blood for bone marrow reconstitution: Organization of the placental
blood program// Blood Cells.- 1994.- Vol.20, N 2.- P.587-600.
- Shlebak A.A., Marley S.B., Roberts I.A. et al. Optimal timing for
processing and cryopreservation of umbilical cord haematopoietic stem
cells for clinical transplantation// Bone Marrow Transplant.- 1999.-
Vol. 23.- N. 2.- P. 131-136.
- Sirchia G., Rebulla P., Lecchi L. et al. Implementation of a quality
system (ISO 900 series) for placental blood banking// J. Hematother.-
1998.- Vol. 7.- N. 1.- P. 19-35.
- Stiff P.J., Koester A.R., Weidner M.K. et al. Autologous bone merrow
transplantation using unfractionated cells cryopreserved in dymethylsulfoxide
and hydroxyethyl starch without controlled-rate freezing// Blood.- 1987.-
Vol.70, N4.- P.974-978.
- Szufladowicz-Wozniak J., Mariancka B. The analysis of factors which
affect qualification of pregnant woman as cord blood donors// Ginekol.
Pol.- 1998.- Vol. 69.- N. 3.- P. 145-151.
- Tichelli A., Surbek D., Huxol H. et al. Esteblishing an umbilical
cord blood bank for unrelated allogenic stem cell transplantation//
Schweiz Med Wochenschr.- 1998.- Vol. 128.- N. 42.- P. 1598-1601.
- Traineau R., Dal Cortivo L. Cord blood banks- unrelated transplants
(Banques de sang de cord on- greffes en situation non apparentees)//
Transfus. Clin. Biol.- 1998.- Vol. 5.- N. 1.- P. 56-63.
- Ullman J., Perry E., Fausch S. et al. Red blood cell deplition of
umbilical cord blood for transplantation// Blood.- 1993.- Vol.82.- Suppl.1.-
P.393a.
- Wagner J.E. Allogeneic umbilical cord blood transplantation// Cancer
Treat. Res.- 1997.- Vol.77.- P.187-216.
- Wagner J.E. Umbilical cord transplantation// Lukemia.- 1998.- Vol.
12.- Suppl. 1.- P. S30-32.
- Warwick R.M., Barbara J.A. Safety aspects of cord blood banking//
Bone Marrow Transplant.- 1998.- Vol. 21.- Suppl. 3.- P. S40-42.
- Zix-Kieffer I., Langer B., Euer D.// Bone Marrow Transplant.- 1996.-
Vol.18, N 1.- P.217- 220.
|
